Corso di Laurea Magistrale in Biotecnologie vegetali - BV

Gli obiettivi formativi rientrano in quelli generali del Corso di Laurea Magistrale in Biotecnologie vegetali, fornendo conoscenze approfondite e all'avanguardia sugli aspetti molecolari e cellulari delle piante, con particolare riferimento a:

- mappe genetico-molecolari e mappe fisiche (principali metodi di sequenziamento dei genomi);

-epigenetica e epigenomica;

-strumenti di analisi trascrittomica e proteomica adottati per l'analisi dell'espressione e dell'annotazione genica;

-caratterizzazione funzionale utilizzando forward e reverse genetics.

CONOSCENZA E CAPACITÀ DI COMPRENSIONE

Alla fine dell'insegnamento si acquisiranno conoscenze relative a:

- strategie utilizzate per la costruzione di mappe fisiche e genetico-molecolari;

- metodi di identificazione e annotazione del genoma;

- strumenti di analisi dell'epigenoma e dell'espressione genica;

- tecniche di analisi proteomica;

-strategie per la caratterizzazione funzionale.

 CAPACITÀ DI APPLICARE CONOSCENZA E COMPRENSIONE

Alla fine dell'insegnamento si acquisirà la capacità di:

-progettare un esperimento di sequenziamento di un intero genoma/parti specifiche del genoma/epigenoma/trascrittoma

-  applicare adeguati protocolli per condurre analisi genomiche.

AUTONOMIA DI GIUDIZIO

Alla fine dell'insegnamento si acquisirà la capacità di scegliere le adeguate tecnologie per condurre le analisi genomiche.

ABILITÀ COMUNICATIVE

Alla fine dell'insegnamento si acquisirà la capacità di utilizzare il linguaggio tecnico della genomica vegetale.

CAPACITÀ DI APPRENDIMENTO

Alla fine dell'insegnamento si acquisirà la capacità di (i) distinguere l'efficacia delle tecnologie trattate per condurre le analisi genomiche, (ii) reperire e comprendere le informazioni anche mediante articoli scientifici per un apprendimento sempre più autonomo, stimolando la discussione critica e la partecipazione interattiva.

Lezioni teoriche:

 Genomica strutturale

Costruzione di mappe genetico-molecolari e fisiche (Area di formazione generale)

mappe genetico-molecolari: basi fisiche e basi cromosomiche della ricombinazione di geni marcatori associati.  Popolazioni segreganti utilizzate per la costruzione di mappe genetico-molecolari: BC1, F2, RIL (linee inbred ricombinanti), DH (di-aploidi) ed F1 (pseudo-test cross). Confronto tra modelli di segregazione (marcatori co-dominanti e dominanti).

mappe fisiche: confronto tra mappe genetiche, mappe fisiche e citologiche. Tecnica FISH. Costruzione di librerie genomiche e vettori di clonaggio (plasmidi, batteriofagi, cosmidi, PAC, BAC, YAC). Sequenziamento del genoma: metodo gerarchico, metodo shotgun. Sequenziamento DNA: metodo Sanger; metodi di marcatura; sequenziatori automatici a gel e capillari. Sequenziamento di seconda generazione (Amplified single molecule sequencing: 454 Roche, Illumina technology, AB Solid, Ion Torrent). Sequenziamento di terza generazione (single molecule sequencing: Helicos, Pacific Bioscience, Oxford Nanopore). Progetti genoma nelle piante.

Epigenetica (Area biologico-molecolare)

Meccanismi epigenetici. Tecniche per l'analisi dell'epigenoma. SmallRNA.

Identificazione e annotazione del genoma (Area biologico-molecolare)

I Genomi degli Eucarioti e loro caratteristiche (contenuto di DNA, numero di cromosomi, contenuto di eucromatina ed eterocromatina, compattezza, contenuto di G+C).
Definizione di gene e famiglie geniche. Geni che codificano proteine, geni che non codificano proteine. Gene ontology. Porzione non codificante del genoma (pseudogeni, ripetizioni intersperse e ripetizioni in tandem).

Genomica funzionale

Analisi dell'espressione genica (Area biologico-molecolare)

One-gene approach: northern blot e qPCR; Large-scale approach: (i) metodi basati sull'ibridazione di cDNA marcato a sonde immobilizzate su un supporto solido:  Macroarray e Microarray; (ii) metodi basati sulla PCR e sulla visualizzazione di profili di frammenti di cDNA su gel ad alta risoluzione: DD (Differential Display),  SSH (Suppressive subctractive hybridization), RDA (Representational difference analysis), cDNA-AFLP; (iii) metodi basati sul sequenziamentodei trascritti:SAGE, CAGE e RNA-seq

Analisi proteomica (Area biologico-molecolare)

Strumenti di Separazione e Display : "One-protein approach": Western Blot (in 1DE e/o 2DE); "Large-scale approach": Elettroforesi bidimensionale (2-DE).
Strumenti di identificazione proteica: sequenziamento con la chimica di Edman, spettrometria di massa.

Caratterizzazione funzionale (Area biologico-molecolare)

Strategie per creare una mutazione: agenti chimici, agenti fisici e agenti biologici (Mutagenesi Inserzionale con T-DNA o treasposoni). Genetica diretta (FORWARD GENETIC), positional cloning e insertional mutagenesis; Genetica inversa (REVERSE GENETIC): insertional mutagenesis, RNAi e Tilling.

Esercitazioni pratiche:

Costruzione di una libreria per sequenziamento ILLUMINA

L'insegnamento consiste di 48 ore di lezione frontale e 12 ore dedicate a attività di laboratorio. Per le lezioni frontali il docente si avvale di slide che saranno messe a disposizione alla fine della lezione sulla pagina moodle dell'insegnamento.

L'apprendimento sarà verificato attraverso la discussione con la classe degli argomenti trattati alla fine di ogni lezione.

La verifica della preparazione degli studenti e delle studentesse avverrà con esame scritto, su piattaforma moodle.

Il test sarà composto da 38 domande, nel dettaglio:

1. 30 domande a scelta  (0.7 punti ciascuna) nelle quali SONO POSSIBILI PIU’ RISPOSTE ESATTE;
2. 8 domande aperte (1 o 2 punti ciascuna, il punteggio sarà indicato su ciascuna domanda), con lo spazio per scrivere brevemente la vostra risposta.

La durata del test è di un'ora.

Le slide utilizzate a lezione saranno messe a disposizione sulla pagina moodle dell'insegnamento.